相當多的蛋白質行使功能的時候并不是單打獨斗的，蛋白質們通過蛋白質相互作用形成復合體然后進行工作。因此，研究蛋白質的相互作用成為研究蛋白質功能和作用機制的最為重要的環節之一。那么你知道研究蛋白質相互作用的方法有哪些嗎？讓我們一起來看看吧！
一、酵母雙雜交系統
原理：很多真核生物的位點特異轉錄激活因子通常具有兩個可分割開的結構域，即DNA特異結合域（DNA-binding domain, BD）與轉錄激活域（Transcriptional activationdomain, AD）。這兩個結構域各具功能，互不影響，但一個完整的激活特定基因表達的激活因子必須同時含有這兩個結構域，否則無法完成激活功能。
將兩待測研究蛋白（蛋白X與蛋白Y）分別與BD、AD結構域構建融合質粒。將構建好的兩個質粒轉入同一酵母細胞中表達，如果兩蛋白之間不存在相互作用，則下游基因（報告基因）不會轉錄表達；如果兩個蛋白存在相互作用，則BD與AD兩結構域空間上很接近，從而下游基因（報告基因）得到轉錄。判斷通過報告基因表達與否，即可判斷兩蛋白之間是否存在相互作用。
用酵母雙雜交系統能夠快速、直接分析已知蛋白之間的相互作用，并能尋找、分離與已知蛋白相互作用的配體，在研究抗原和抗體相互作用、發現新的蛋白質和發現蛋白質的新功能、篩選藥物作用位點及藥物對蛋白互作影響、建立基因組蛋白連鎖圖等方面應用廣泛。
二、免疫共沉淀
免疫共沉淀（Co-Immunoprecipitation，Co-IP）是一種以抗體和抗原之間的專一性作用為基礎的用于研究兩個蛋白相互作用的經典方法。
原理：基于抗體與抗原（靶蛋白）之間的特異性結合，此時如果樣品溶液中存在能與靶蛋白相互作用的目的蛋白，會一同被拉下來，隨后利用SDS-PAGE，Western Blot等方法對得到的目標蛋白進行分析，進而證明兩者間的相互作用。
三、免疫熒光共定位
將免疫學方法(抗原抗體特異結合)與熒光標記技術結合起來研究特異蛋白抗原在細胞內分布的方法。一般用來驗證2種或3種蛋白是否存在共定位關系。
由于熒光素所發的熒光可在熒光顯微鏡下檢出，從而可對抗原進行細胞定位。兩種不同的蛋白使用不同屬性的不同顏色熒光標記后，通過觀察顏色的變化確定是否有共定位，也可以使用軟件進行分析。
該技術的主要特點是：特異性強、敏感性高、速度快。主要缺點是：非特異性染色問題尚未完quan解決，結果判定的客觀性不足，技術程序也還比較復雜。
四、Pull-down實驗
Pull-down實驗，又稱拉下實驗，是一種體外親和純化技術。（這個實驗跟免疫共沉淀實驗很像，不同的是免疫共沉淀是在細胞里進行的。）
原理：將一種蛋白質固定于某種基質上（如Sepharose），但細胞抽提液經過該基質時，可與該固定蛋白相互作用的配體蛋白被吸附，而沒有被吸附的“雜質"則隨洗脫液流出。被吸附的蛋白可以通過改變洗脫液或洗脫條件而回收下來。
為了更有效地利用pull down技術，可以將待純化的蛋白以融合蛋白的形式表達，即將“誘餌"蛋白與一種易于純化的配體蛋白相融合。1988年Smith等利用谷胱甘肽-S-轉移酶（GST）融合標簽從細菌中一步純化出GST融合蛋白。
五、雙分子熒光互補技術
雙分子熒光互補（Bimolecular fluorescence complementation, BiFC），該技術是利用熒光蛋白的特點來研究蛋白的相互作用。
熒光蛋白可從特定的位點被分開，產生兩個非熒光活性片段即N端片段（N-fragment）和C端片段（C-fragment）（VN及VC）。當兩片段分別被融合到相互作用的蛋白上時，會因蛋白的相互作用力而被拉近、發生互補從而重新構建成有活性的熒光蛋白并在激發光下產生熒光。因此利用熒光顯微鏡就可以直接通過觀察熒光有無來判斷蛋白是否發生相互作用。
這是在活細胞中觀察蛋白相互作用的很好的方法。
這個方法還是存在假陽性的，細胞里大量表達的分段的黃色熒光蛋白（YFP）可能會不受研究蛋白的結合與否而自己結合在一起，所以陰性對照的使用非常重要。
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